YLS-Q9G静脉可视小鼠尾注固定器使用方法

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1. 连接

   ①接通电源：将电源适配器分别连接电源和仪器上，接通后主机面板处有绿色指示灯亮。

   ②连接脚踏开关：将脚踏开关插头插接在主机箱上。

   （注：脚踏开关不连接，上压块无法吸合。）

   ③连接鼠尾透视灯：将L型鼠尾托板上的灯线插头插在主机箱相应的插座上，按动右侧面上的黄色按钮，黄色灯应亮。

   二、装鼠

   ①快速装鼠筒的使用：

   快速装鼠筒一改过去那种小鼠钻入式的装鼠方式，（小鼠钻入式的装鼠方式**使用还可以，动物在不知的情况下，很容易进入，但动物经过几次后知道进入的不适感觉，再让其进入就较困难了。）快速装鼠筒是后拉尾式装鼠方式，箕型的鼠筒前端能顺利地将鼠拉入筒内，为了避免鼠在筒内滚转身体，筒内安装了腹部限位块，能有效地限制小鼠身体在筒内翻转，小鼠被拉入筒后，可用前堵头将其堵在里面，前堵头的孔是根据小鼠头骨的生理曲线设计的，能有效地控制鼠的头部，但又不影响正常的呼吸，同时还能让小鼠的前肢找到一个舒适的位置，堵头的固定位置应以动物不能自由活动但又不影响动物肺部扩张，正常呼吸为准（通过透明的有机玻璃可观察调整）。

   ②装好鼠的筒放置于主机上面板的滑槽上，鼠筒应侧放（因静脉血管在鼠尾的两侧），定位销进入定位孔，鼠尾通过开口的档板，将其放置在鼠尾挤压板下板的沟槽里，按动右侧面的黄色按钮，黄色灯亮，观察鼠尾血管是否摆正，再按一下黄色按钮，关闭黄灯，随后将挤压上板右转 90°压下，（按下转轴位置，垂直向下用力）直到听到清脆的吸合声才可松手，此时鼠尾已被压住，按压时应缓慢加力，为让鼠尾根部的血液，有时间挤压到鼠尾的梢部，在下压的同时黄光灯自动点亮，这时可以根据黄光透射血管的情况调整黄光亮度旋钮，使血管达到*清楚（环境的亮度变化会影响血管的显现情况，建议在较暗的室内操作，应避开强光直射）。

   ③注射位置的调整：不管使用多大的小鼠均应从鼠尾部的下1／3处进针，这样逐渐从下向上打可避开打过的针眼出现漏液现象。因使用动物的品系、大小不同，尾长度也不同，这样就需要调整注射时的位置，其方法是松开左边金属旋钮，拉动L型鼠尾托板至合适位置后旋紧即可。

   ④放大镜的使用：放大镜是为了能更清楚地看到尾静脉血管和针头进入的情况（如视力很好也可拆掉不用），放大镜能进行角度位置的调整，可以适合不同视角的人，放大镜支架的上螺丝松开后可以改变放大镜的角度，松开下螺丝可以改变入视角的角度，支架转动的中轴可以在装鼠时放大镜暂时离开，总之放大镜的合理设计既方便了使用又不会影响到其它操作。

   ⑤注射：注射使用的针头应在5号针以下，4.5或4号较为合适，过粗的针对血管损伤过大，用后止血困难。目前也有用头皮针后接1毫升注射器用的。这还是为了看回血情况来判断是否进入血管，不管用什么样的针，重要的一点是能看到血管，同时又能看到针在哪里了，这样注射就很容易了，针头进入血管后针头左右摆动一下看血管是否跟着动，这是判断进入血管的*好方法。

   确定针进入血管后，踏动脚踏开关，上挤压板上行左转90°打开，这时就可以将**推入静脉，推入时应缓慢，避免动物出现充血性心衰，每次注射量不超过0.2ml。注射完成后应用棉球按压针孔处半分钟以上，避免皮下出血或药液回流，影响下次注射，备用鼠筒是为了提高效率轮换使用的。（如果动物样本大也可多购鼠筒）

   注意事项：

   ① 动物在被装筒捉持时会有应激反应，粪尿过多，应及时清理上板面和鼠筒内的粪便。

   ②仪器不用时应及时拔掉电源，避免仪器过热损坏。

   仪器不可随意拆卸，如有问题请及时与厂家联系。

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